Vliv chloridu hlinitého na buněčný růst a produkci kumarinů v suspenzní kultuře Angelica archangelica L.

Vliv chloridu hlinitého na buněčný růst a produkci kumarinů v suspenzní kultuře Angelica archangelica L.

Elicitace rostlinných buněk v kultuře představuje užitečný biotechnologický nástroj pro zvýšení produkce sekundárních metabolitů. V této práci byl sledován vliv různých koncentrací chloridu hlinitého (1, 10, 50, 100, 500, 1000 μM) jako potenciálního elicitoru produkce kumarinů v suspenzní kultuře anděliky lékařské. Byla posuzována také toxicita hlinitých iontů pro kulturu hodnocením jejich účinku na buněčný růst (charakterizován čerstvou a suchou hmotností biomasy na konci čtrnáctidenní kultivace). Kultury byly kultivovány ve tmě a na světle. Čerstvá hmotnost nebyla chloridem hlinitým v koncentraci 1 až 1000 μM signifikantně ovlivněna. Suchá hmotnost byla snížena asi o 10 % při koncentraci chloridu hlinitého 1000 μM. Produkce kumarinů byla chloridem hlinitým ovlivněna v závislosti na světelných podmínkách. V kulturách kultivovaných ve tmě zvyšovaly hlinité ionty množství kumarinů v médiu od koncentrace 10 μM, v buňkách od koncentrace 50 μM. Obsah kumarinů rostl se zvyšující se hladinou hlinitých iontů. Nejlepší výsledky byly dosaženy s koncentrací 1000 μM chloridu hlinitého. Obsah kumarinů byl ve srovnání s kontrolní kulturou zvýšen o 33 % v médiu a o 24 % v buňkách. Naproti tomu v kulturách kultivovaných na světle chlorid hlinitý produkci kumarinů nezvýšil. Jeho vyšší koncentrace tvorbu kumarinů v těchto kulturách ještě snížily.

Klíčová slova:
Angelica archangelica L. – suspenzní kultura – růst – kumariny – hliník – elicitace – světelné podmínky – sekvenční injekční analýza

Autoři: T. Siatka; M. Kašparová
Působiště autorů: Charles University in Prague, Faculty of Pharmacy in Hradec Králové, Department of Pharmacognosy
Vyšlo v časopise: Čes. slov. Farm., 2010; 59, 112-116
Kategorie: Původní práce

Souhrn

Klíčová slova:
Angelica archangelica L. – suspenzní kultura – růst – kumariny – hliník – elicitace – světelné podmínky – sekvenční injekční analýza

Zdroje

1. Zhao, J, Davis, L. C., Verpoorte, R.: Elicitor signal transduction leading to production of plant secondary metabolites. Biotechnol. Adv., 2005; 23, 283–333.

2. Roberts, S. C.: Production and engineering of terpenoids in plant cell culture. Nat. Chem. Biol., 2007; 3, 387–395.

3. Weathers, P. J., Towler, M. J., Xu, J.: Bench to batch: advances in plant cell culture for producing useful products. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2010; 85, 1339–1351.

4. Kolewe, M. E., Gaurav, V., Roberts, S. C.: Pharmaceutically active natural product synthesis and supply via plant cell culture technology. Mol. Pharm., 2008; 5, 243–256.

5. Vasconsuelo, A., Boland, R.: Molecular aspects of the early stages of elicitation of secondary metabolites in plants. Plant Sci., 2007; 172, 861–875.

6. Bednarek, P., Osbourn, A.: Plant-microbe interactions: chemical diversity in plant defense. Science, 2009; 324, 746–748.

7. Rai, V., Mehrotra, S.: Chromium-induced changes in ultramorphology and secondary metabolites of Phyllanthus amarus Schum & Thonn. – an hepatoprotective plant. Environ. Monit. Assess., 2008; 147, 307–315.

8. Mandal, S., Mitra, A.: Reinforcement of cell wall in roots of Lycopersicon esculentum through induction of phenolic compounds and lignin by elicitors. Physiol. Mol. Plant Pathol., 2007; 71, 201–209.

9. Pauwels, L., Inzé, D., Goossens, A.: Jasmonate-inducible gene: what does it mean? Trends Plant Sci., 2009; 14, 87-91.

10. Ferri, M., Tassoni, A., Franceschetti, M., Righetti, L., Naldrett, M. J., Bagni, N.: Chitosan treatment induces changes of protein expression profile and stilbene distribution in Vitis vinifera cell suspensions. Proteomics, 2009; 9, 610–624.

11. Kašparová, M., Siatka, T., Dušek, J.: Production of isoflavonoids in the Trifolium pratense L. suspension culture. Čes. slov. Farm., 2009; 58, 67–70.

12. Pan, X.-W., Shy, Y.-Y., Liu, X., Gao, X., Lu, Y.-T.: Influence of inorganic microelements on the production of camptothecin with suspension cultures of Camptotheca acuminata. Plant Growth Regul., 2004; 44, 59–63.

13. Siatka, T., Kašparová, M.: Effects of auxins on growth and scopoletin accumulation in cell suspension cultures of Angelica archangelica L. Čes. slov. Farm., 2008; 57, 17–20.

14. Murashige, T., Skoog, F.: A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant., 1962; 15, 473–497.

15. Paseková, H., Polášek, M., Solich, P.: Sequential injection analysis. Chem. Listy, 1999; 93, 354–359.

16. Rout, G. R., Samantaray, S., Das, P.: Aluminium toxicity in plants: a review. Agronomie, 2001; 21, 3–21.

17. Ma, J. F., Ryan, P. R., Delhaize, E.: Aluminium tolerance in plants and the complexing role of organic acids. Trends Plant Sci., 2001; 6, 273–278.

18. Ramírez-Benítez, J. E., Chee-González, L., Hernandez-Sotomayor, S. M. T.: Aluminium induces changes in organic acids metabolism in Coffea arabica suspension cells with differential Al-tolerance. J. Inorg. Biochem., 2008; 102, 1631–1637.

19. Zheng, S. J., Yang, J. L.: Target sites of aluminum phytotoxicity. Biol. Plant., 2005; 49, 321–331.

20. Chang, Y.-C., Yamamoto, Y., Matsumoto, H.: Accumulation of aluminium in the cell wall pectin in cultured tobacco (Nicotiana tabacum L.) cells treated with a combination of aluminium and iron. Plant Cell Environ., 1999; 22, 1009–1017.

21. Poschenrieder, C., Gunsé, B., Corrales, I., Barceló, J.: A glance into aluminum toxicity and resistance in plants. Sci. Total Environ., 2008; 400, 356–368.

22. Barceló, J., Poschenrieder, C.: Fast root growth responses, root exudates, and internal detoxification as clues to the mechanisms of aluminium toxicity and resistance: a review. Environ. Exp. Bot., 2002; 48, 75–92.

23. Tolrą, R. P., Poschenrieder, C., Luppi, B., Barceló, J.: Aluminium-induced changes in the profiles of both organic acids and phenolic substances underlie Al tolerance in Rumex acetosa L. Environ. Exp. Bot., 2005; 54, 231–238.

24. López-Laredo, A. R., Ramírez-Flores, F. D., Sepúlveda-Jiménez, G., Trejo-Tapia, G.: Comparison of metabolite levels in callus of Tecoma stans (L.) Juss. ex Kunth. cultured in photoperiod and darkness. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant, 2009; 45, 550–558.

25. Sachan, N., Rogers, D. T., Yun, K.-Y., Littleton, J. M., Falcone, D. L.: Reactive oxygen species regulate alkaloid metabolism in undifferentiated N. tabacum cells. Plant Cell Rep., 2010; 29, 437–448.

26. Feuchta, W., Treuttera, D., Bengschb, E., Polsterc, J.: Effects of watersoluble boron and aluminium compounds on the synthesis of flavanols in grape vine callus. Z. Naturforsch., 1999; 54c, 942–945.

27. Piletsch, M., Charlwood, B. V.: Accumulation of diterpenoids in cell and root-organ cultures of Jatropha species. J. Plant Physiol., 1997; 150, 37–45.

28. Siatka, T., Kašparová, M.: Effects of vanadium compounds on the growth and production of coumarins in the suspension culture of Angelica archangelica L. Čes. slov. Farm., 2007; 56, 230–234.

29. Ohlsson, A. B., Berglund, T.: Effects of high MnSO4 levels on cardenolide accumulation by Digitalis lanata tissue cultures in light and darkness. J. Plant Physiol., 1989; 135, 505–507.